antifungal susceptibility testing Dotaz Zobrazit nápovědu
BACKGROUND: Antifungal drug resistance in dermatophytes was first reported shortly after the turn of the millennium and has today been reported in Trichophyton and occasionally in Microsporum, but not in Epidermophyton species. Although drug resistance in dermatophytes is not routinely investigated, resistance in Trichophyton spp. is increasingly reported worldwide. The highest rates are observed in India (36% and 68% for terbinafine (MIC ≥4 mg/L) and fluconazole (MICs ≥16 mg/L), respectively), and apparently involve the spread of a unique clade related to the Trichophyton mentagrophytes/Trichophyton interdigitale complex. OBJECTIVES: The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing Subcommittee on Antifungal Susceptibility Testing (EUCAST-AFST) has released a new method (E.Def 11.0) for antifungal susceptibility testing against microconidia-forming dermatophytes including tentative MIC ranges for quality control strains and tentative breakpoints against Trichophyton rubrum and T. interdigitale. Here, the details of the new procedure E.Def 11.0 are described. SOURCES: This technical note is based on the multicentre validation of the EUCAST dermatophyte antifungal susceptibility testing method, the mould testing method (E.Def 9.3.2) and the updated quality control tables for antifungal susceptibility testing document, v 5.0 (available on the EUCAST website). CONTENTS: The method is based on the EUCAST microdilution method for moulds but significant differences include: (a) an altered test medium selective for dermatophytes; (b) an altered incubation time and temperature; and (c) a different end-point criterion (spectrophotometric determination) of fungal growth. It can easily be implemented in laboratories already performing EUCAST microdilution methods and has been validated for terbinafine, voriconazole, itraconazole and amorolfine against T. rubrum and T. interdigitale. IMPLICATIONS: This standardized procedure with automated end-point reading will allow broader implementation of susceptibility testing of dermatophytes and so facilitate earlier appropriate therapy. This is important, as resistance is rapidly emerging and largely underdiagnosed.
Závažnost a zvyšující se výskyt mykotických infekcí spolu s rozšiřujícím se armamentáriem antifungálních léků sebou nese zvýšenou potřebu a nároky na hodnocení antimycetární citlivosti houbových izolátů. Během posledního desetiletí byl zaznamenán podstatný pokrok na poli testování citlivosti na antimykotika v podmínkách in vitro a byly předloženy standardní protokoly pro testování kvasinek (M27-A) i vláknitých hub (M38-P). Vedle toho bylo vypracováno několik testů kompatibilních s navrženými standardy, které jsou vhodnými kandidáty pro rutinní testování patogenních hub v mikrobiologické laboratoři. V případě kvantitativního stanovení citlivosti na antimykotika se jedná zejména o gradientovou difúzní metodu E-test a mikrodiluční formát standardu M27-A, včetně jeho kolorimetrické varianty. Ve vývoji je diskový test jako skríninková metoda k prozatímnímu ohodnocení antimycetární citlivosti houbových izolátů. Hlavní pozornost je zaměřena na stanovení hraničních koncentrací nezbytných k predikci klinického účinku antifungální látky. Doposud byla stanovena interpretační kritéria pro hodnocení výsledku testování flukonazolu, itrakonazolu a flucytosinu, ale chybí pro amfotericin B. Předpověď výsledku antifungální terapie na základě in vitro testování je obecně spolehlivější pro seIhání terapie než její úspěch, avšak vychází především ze studia terapie orofaryngeální kandidózy u pacientů s AIDS. Do budoucna je potřebné vyhodnotit korelaci in vitro-in vivo u dalších rizikových skupin pacientů a v prvé řadě s ohledem na systémové formy houbových infekcí. V případě antifungálních léků je výsledný terapeutický efekt významně ovlivněn nemikrobiologickými aspekty, zejména imunologickým statutem pacienta a farmakologickým profilem antimykotika. Informace o citlivosti houbového agens se tak stává jen jednou, ale ne jedinou, která rozhoduje o výběru racionální terapie pacienta v riziku mykotické infekce.
Substantial progress has been achieved in the field of in vitro antifungal susceptibilitv testing and the interpretation of the test results towards clinical practice. Reference methods for antifungal testing of yeasts (M27-A) and filamentous fungi (M38-P) are available. There are several alternative tests to these standards as potential candidates for routine laboratory testing of antifungal drugs. Microdilution format of M27-A standard including colorimetric tests and gradient diffusion method (E test) seem to be suitable for the determinativ of miminum inhibitory concentration (MIC). Disk diffusion test is promising for tentative evaluation of antifungal susceptibility of fungal isolates, but this test has not been standardized yet. The development of the standard techniques M27-A and M38-P has improved the reproducibility of MICs, and made possible the establishment of interpretce breakpoints for fluconazole, itraconazole and flucytosine. As the majority of in vitro-in vivo studies described involved AIDS patiens with oropharyngeal candidiasis treated with fluconazole, main effort has been focused on definic interpretce kriteria for amphotericin B and predicting therapy of systemic mycoses caused by yeasts and molds. The prediction of the clinical response to antifungal therapy based on susceptibility testing data is komplex due to a number of non-microbiology factors, especially immunological status of the host and the pharmacological profile of an antifungal drug, which affect the therapeutic outcome. Hence, a number of therapeutic failures in patiens with systemic mycoses results rather from the clinical resistence than the resistence of the fungal strain to the antifungal drug. Information on antifungal susceptibility (MIC) of a fungal strain i sone, but not the only factor which influences the choice of the antifungal therapy of patiens at risk of a fungal infection.
Cíl práce: V posledním desetiletí byl zaznamenán významný pokrok v hodnocení antifungální citlivosti v podmínkách in vitro. Byly předloženy standardní protokoly pro testování kvasinek (M27-A) a vláknitých hub (M38-P). V současnosti je pozornost zaměřena na vypracování a zavedení metod vhodných pro klinickou praxi a kompatibilních s navrženými standardy. Cílem studie bylo porovnat výsledky testování citlivosti houbových kmenů k antimykotikům pomocí komerční soupravy Fungitest® a diskové difúzní metody. Materiál a metody. Retrospektivně byla vyhodnocena citlivost 134 kmenů 16 druhů kvasinek izolovaných z pacientů s prokázanou nebo suspektní mykózou v mykologické laboratoři Ústavu klinické mikrobiologie Fakultní nemocnice Hradec Králové v letech 1997 až 2000. Všechny kmeny byly otestovány pomocí Fungitestu a diskové difúzní metody s využitím Sabouraudova glukózového agaru jako testovacího média. Pro všechna testovaná antimykotika a druhy hub byla stanovena shoda výsledků mezi oběma metodami na základě experimentálně stanovených kritérií pro kategorii citlivý, intermediární a rezistentní kmen. Výsledky. Celková shoda výsledků mezi oběma metodami byla 60,3 %. Nejvyšší stupeň shody byl zjištěn u flucytosinu (71,4 %), dále u ketokonazolu (66,2 %), amfotericinu B (60,2 %), flukonazolu (57,9 %), itrakonazolu (52,6 %) a mikonazolu (50,5 %). Vzhledem k houbovým kmenům byla shoda výsledků nejvyšší pro druhy Candida kefy^ (79,6 %), C. lusiíaniae (73,9 %), C. pelliculosa (73,5 %), C. parapsilosis (71,7 %) a částečně C. aJbicans (67,5 %). Nesoulad mezi výsledky obou metod byl patrný zejména u k flukonazolu rezistentních druhů Saccharomyces cerevisiae (30,0 %), C. krusei (32,5 %) a C. glabrata (47,7 %). Regresní analýza prokázala těsnější vztah výsledků obou metod u mikonazolu (R – 0,49; P < 0,001), flukonazolu (R = 0,45; P < 0,001), itrakonazolu (R = 0,42; P < 0,001), flucytosinu (R = 0,37; P < 0,001), ale ne u amfotericinu B (R = 0,10) a ketokonazolu (R – 0,16). Závěr. Výsledky Fungitestu a diskového difúzního testu byly závislé na testovaném antimykotiku, druhu kvasinky a na podmínkách testování. Ukazuje se, že hlavním zdrojem diskrepance výsledků mezi oběma metodami bylo použiti Sabouraudova média u diskového testu a použitých interpretačních kritériích. Pro větší reprodukovatelnost diskového testu je v současnosti vhodnější použít modifikovaný Mueller-Hintonův agar, který byl doporučený jako testovací půda navržené diskové metody M44-P.
Aim of study: Substantial progress has been achieved in the field of in vitro antifungal susceptibility testing, including the interpretation of the test results towards the clinical practice. Reference methods for antifungal testing of yeasts (M27-A) and filamentous fungi (M38-P) are available now. There are several alternatives to these standard protocols as the potential candidates for a routine laboratory testing of antifungal drugs. The aim of the study is to compare the results of antifungal susceptibility testing obtained by Fungitest® and disk diffusion method. Materials and methods: From 1997 to 2000, 134 strains of 16 yeast species from the patients with suspected or proven mycosis were evaluated in the mycology laboratory of the Department of Clinical Microbiology, Teaching Hospital in Hradec Kralove. All these Strains were tested by both disc test on Sabouraud agar (pH = 5.6) and Fungitest. The agreement of the results of the both methods was determined for all antimycotics and fungal species tested in terms of the categories susceptible, intermediate and resistant strain. Results: Overall, there was only 60.3 % agreement between these methods for all antifungal drugs with the best results for flucytosine (71.4 % agreement), further for ketoconazole (66.2 %), amphotericin B (60.2 %), fluconazole (57.9 %), itraconazole (52.6 %), and miconazole (50.5 %). The best overall agreement between the results for individual species was found with C. Jusitaniae (73.9 %), C. pellicuiosa (73.5 %), C. parapsilosis (71.7 %), and partly with C. albicans (67.5 %). The poorest results were associated with fluconazole-resistant yeasts Saccharomyces cerevisiae (30.0 %), C. krusei (32.5 %) and C. giabrata (47.7 %). Regressive analysis revealed a relative close relationship between the results of these methods for miconazole (R = 0.49, P < 0.001), fluconazole (R = 0.45, P < 0.001), itraconazole (R - 0.42, P < 0.00l) and flucytosine (R= 0.37, P< 0.00l), but not for amphotericin B (R = O.IO) and ketoconazole (R = 0.16). Conclusion: The comparison of the results of the disk test and Fungitest showed some discrepancies which were dependent on an antifungal drug, a yeast species and the test conditions. Sabouraud agar and the criteria for interpretation of the results of the disk test seemed to be main sources of the disagreement. A modified Mueller-Hinton agar (2 % glucose, methylene blue) as a recommended test seemed to be main sources of the disagreement. A modified Mueller-Hinton agar (2 % glucose, methylene blue) as a recommended test medium in a proposed agar diffusion method M44-P is the way to the improvement of standardization and reproducibility of the test.
Cieľ: Analyzovať prevalenciu a druhové zastúpenie patogénnych kvasiniek u pacientok s vulvovaginálnoukandidózou. In vitro stanoviť citlivosť klinických izolátov kvasiniek na klinicky používanéantimykotiká.Typ štúdie: Retrospektívna klinická štúdia pacientok s pozitívnym výsledkom kultivácie z pošvyna prítomnosť patogénnych druhov kvasiniek.Názov a sídlo pracoviska: I. gynekologicko-pôrodnícka klinika LF UK a FN, Zochova 7, 811 03Bratislava.Metodika: Identifikácia kvasiniek na chromogénnom médiu CHROMagar CANDIDA a s identifikačnýmsystémom API-CANDIDA. Analýza citlivosti klinických izolátov in vitro na antimykotikáplatňovou zrieďovacou metódou, NCCLS a testom ATB-FUNGUS.Výsledky: Prevalencia vulvovaginálnej kandidózy bola najvyššia u žien vo veku 20–30 rokov. Candidaalbicans bola najčastejším identifikovaným druhom patogénnych kvasiniek (87,4 %). Z druhovnon-albicans prevažovala C. glabrata (6,3 %). In vitro boli klinické izoláty C. glabrata a C.krusei v porovnaní s C. albicans relatívne menej citlivé na antimykotiká. Najnižší výskyt rezistenciein vitro sa zaznamenal pre ekonazol, klotrimazol a nystatín. Pozoroval sa relatívne zvýšenývýskyt rezistencie na niektoré iné deriváty azolov (mikonazol, ketokonazol, itrakonazol, flukonazol).Záver: Predpokladom úspešnej liečby mykotickej infekcie je využitie výsledkov mikrobiologickéhovyšetrenia, ktoré klinikovi poskytne nevyvrátiteľný dôkaz o prítomnosti a povahe patogéna,odhalí jeho citlivosť na antimykotiká a tým umožní nasadenie cielenej antimykotickej liečby.
Objective: Analysis of the prevalence and species representation of pathogenic yeasts in patientswith vulvovaginal candidiasis. Determination of in vitro susceptibility of yeast isolates to clinicallyused antimycotic agents.Design: A retrospective clinical study of patients with positive vaginal cultures for the presence ofpathogenic yeast species.Setting: I. gynekologicko-pôrodnícka klinika LF UK a FN, Zochova 7, 811 03 Bratislava, Slovenskárepublika. Methods: Identification of yeast pathogens on the chromogenic medium CHROMagar CANDIDAand with API-CANDIDA identification system. In vitro susceptibility assays of clinical yeast isolatesto antifungal agents using the plate dilution method, NCCLS method and ATB-FUNGUS testsystem.Results: The highest prevalence of vulvovaginal candidiasis was found in women aged between20–30 years. Candida albicans was the most commonly identified species of pathogenic yeasts(87.4%). Of the non-albicans species, C. glabrata (6.3%) was the most prevalent species. C. glabrataand C. krusei clinical isolates were found to be generally less susceptible to several antifungals invitro as compared to C. albicans strains. A minimal number of resistant yeast isolates was observedfor econazole, clotrimazole and nystatin. A relatively high number of resistant strains wasobserved for some other azole antifungals (miconazole, ketoconazole, itraconazole, fluconazole).Conclusion: A successful treatment of vaginal mycotic infections requires the results of the microbiologicalanalyses. They will bring evidence to a physician of the presence and fate of the pathogen,of its sensitivity to antifungals, both of which are essential for the rational and successfultherapy of Candida vaginitis.
- MeSH
- antibiotická rezistence MeSH
- antifungální látky aplikace a dávkování terapeutické užití MeSH
- Candida albicans MeSH
- Candida patogenita MeSH
- finanční podpora výzkumu jako téma MeSH
- kandidóza vulvovaginální diagnóza farmakoterapie mikrobiologie MeSH
- lidé MeSH
- mikrobiální testy citlivosti metody MeSH
- techniky in vitro MeSH
- Check Tag
- lidé MeSH
- Publikační typ
- přehledy MeSH
- srovnávací studie MeSH
NCCLS ; Vol.22,No.16 ; M38-A
30 s.
- MeSH
- léková rezistence MeSH
- Konspekt
- Mikrobiologie
- NLK Obory
- farmacie a farmakologie
- mikrobiologie, lékařská mikrobiologie
NCCLS ; Vol.22,No.15 ; M27-A2
30 s.
- MeSH
- houby MeSH
- léková rezistence MeSH
- Konspekt
- Mikrobiologie
- NLK Obory
- mikrobiologie, lékařská mikrobiologie
- farmacie a farmakologie
The current increase in the number and significance of fungal infections, the expanding armamentarium of antifungal agents, and the emergence of the problem of antifungal drug resistance have been intensifying the importance of antifungal susceptibility testing (AST). The Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI, formerly NCCLS) in the United States and the Antifungal Susceptibility Testing Subcommittee of the European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (AFST-EUCAST) published standard methodologies in order to achieve higher reproducibility and allow direct inter-laboratory comparison of the susceptibility results. Nevertheless, several problems remain unresolved and the methods depend on long incubation periods of a minimum of 24 h (EUCAST) or even 48 h (CLSI). Over the last 15 years, successful applications of flow cytometric techniques to AST of both yeast and moulds have been reported. These techniques are based on the analysis of a great number of fungal cells individually and frequently rely on short incubation times of no more than a few hours. Considering these attributes, flow cytometry (FC) seems to have the potential to achieve clinical usefulness in the near future. The collection of data on the reproducibility of the results and on the correlation with clinical outcomes has barely started, however. Practical validation of the experimental methodologies is not granted before a significant amount of data addressing those questions is available.
OBJECTIVES: Terbinafine resistance is increasingly reported in Trichophyton, rendering susceptibility testing particularly important in non-responding cases. We performed a multicentre evaluation of six EUCAST-based methods. METHODS: Ten laboratories susceptibility tested terbinafine, itraconazole, voriconazole and amorolfine against a blinded panel of 38 terbinafine WT and target gene mutant isolates. E.Def 9.3.1 modifications included: medium with/without addition of chloramphenicol and cycloheximide (CC), incubation at 25°C to 28°C for 5-7 days and three MIC endpoints [visually and spectrophotometrically (90%/50% inhibition)], generating 7829 MICs. Quality control (QC) strains were Aspergillus flavus ATCC 204304 and CNM-CM1813. Eyeball, ECOFFinder (where ECOFF stands for epidemiological cut-off) and derivatization WT upper limits (WT-ULs), very major errors (VMEs; mutants with MICs ≤WT-ULs) and major errors (MEs; WT isolates with MICs >WT-ULs) were determined. RESULTS: MICs fell within the QC ranges for ATCC 204304/CNM-CM1813 for 100%/96% (voriconazole) and 84%/84% (itraconazole), respectively. Terbinafine MICs fell within 0.25-1 mg/L for 96%/92%, suggesting high reproducibility. Across the six methods, the number of terbinafine MEs varied from 2 to 4 (2.6%-5.2%) for Trichophyton rubrum and from 0 to 2 (0%-2.0%) for Trichophyton interdigitale. Modes for WT and mutant populations were at least seven 2-fold dilutions apart in all cases. Excluding one I121M/V237I T. rubrum mutant and two mixed WT/mutant T. interdigitale specimens, the numbers of VMEs were as follows: T. rubrum: CC visual, 1/67 (1.5%); CC spectrophotometric 90% inhibition, 3/59 (5.1%); and CC spectrophotometric 50% inhibition, 1/67 (1.5%); and T. interdigitale: none. Voriconazole and amorolfine MICs were quite uniform, but trailing growth complicated determination of itraconazole visual and spectrophotometric 90% inhibition MIC. CONCLUSIONS: Although none of the laboratories was experienced in dermatophyte testing, error rates were low. We recommend the CC spectrophotometric 50% inhibition method and provide QC ranges and WT-ULs for WT/non-WT classification.
